MyReptile
My Reptile
Международный Клуб
Террариумистов
Моя рептилия

Декабрь 15, 2017, 15:08:32 *
Добро пожаловать, Гость. Пожалуйста, войдите или зарегистрируйтесь.

Войти
На главную Начало Помощь Календарь Галерея Войти Регистрация Чат
Страниц: [1]   Вниз
Печать
Автор Тема: Лабораторная диагностика  (Прочитано 9261 раз)
0 Пользователей и 1 Гость смотрят эту тему.
MyReptile
MyReptile.Ru
***
Офлайн Офлайн

Сообщений: 0


WWW
« : Октябрь 19, 2010, 04:11:13 »

"Ветеринарная герпетология" Д.Б.Васильев

Исследование мочи

     У млекопитающих моча после попадания в систему собирательных трубок  почки претерпевает мало изменений, в основном, это происходит на уровне лоханки, уретры и мочевого пузыря. Рептилии могут использовать весь мочевой тракт, клоаку, терминальный кишечник и мочевой пузырь для контроля конечного состава мочи, причем не только воды, но и электролитов и некоторых органических веществ. Из-за отсутствия петли Генле моча у рептилий, уже находясь в собирательных трубках почки, фактически остается гипоосмотичной по отношению к плазме крови. Конечная моча, однако, может быть весьма концентрирована за счет экстраренальных механизмов (Dantzler, Schmidt-Nielsen, 1965). В мочевом пузыре и терминальной клоаке рептилии способны реабсорбировать воду и электролиты, а также реабсорбировать и частично конвертировать некоторые продукты азотистого обмена (Innis, 1997). Воротная система почек позволяет повышать или понижать ток жидкости и реабсорбцию воды в почечных канальцах в зависимости от осмотического состояния плазмы. Все это в значительной степени отражается на состоянии конечной мочи. В общем случае, наличие и характер мочи характеризует водный и электролитный баланс пациента, работу выделительной системы «вообще», отчасти состояние мочевого тракта, но не самих почек. Тем не менее, анализ мочи дает некоторую полезную информацию, и его имеет смысл проводить, особенно если животное спонтанно мочится во время осмотра. У рептилий, имеющих мочевой пузырь (черепах и большинства ящериц) мочу можно получить после катетеризации шейки мочевого пузыря. Для этого используют не резиновые мочевые, а прозрачные силиконовые (лучше всего интубационные) катетеры большего диаметра. У среднеазиатских черепах и игуан эта манипуляция не представляет сложности, но у других видов может быть трудно выполнима из-за анатомических особенностей. Для научных целей мочу получают методом уроцистоцентеза. Можно также использовать некоторые холиномиметики (цизаприд) или ингибиторы холинэстеразы (прозерин) для стимуляции опорожнения мочевого пузыря, правда, при этом возможны видоспецифические побочные реакции.
   
     В клинической практике анализ мочи чаще всего проводят с помощью бумажных экспресс-полосок и микроскопии осадка (нативного и окрашенного), хотя далеко не все полученные данные поддаются корректной интерпретации. В отдельных случаях ценную информацию можно получить при биохимическом исследовании мочи.
   
     Плотность мочи более постоянна у видов с растворимыми продуктами азотистого обмена, например, у водных черепах и крокодилов. У ящериц она может сильно меняться в зависимости от концентрации электролитов и солевого осадка: глюкозы, минеральных солей, уратов, аммиака, мочевины, слизи и т.п. По идее, при дегидратации плотность мочи увеличивается, при полиурии – уменьшается, но эти изменения легко маскируются при застое в мочевом пузыре или загрязнением образца содержимым кишечника и половых путей. Типичный пример – вязкая плотная моча у черепах с атонией мочевого пузыря. Его стенка обладает секреторной функцией и при застое выделяет много слизи. В типичном случае плотность мочи, по крайней мере, у среднеазиатских черепах и игуан достаточно низкая – порядка 1003-1012. У черепах после зимовки или у игуан с олигурией она повышается до 1008-1017. При этом обычно проявляются симптомы дегидратации: слипаются веки, уменьшается эластичность кожи, спадается кожа на бедрах и боках, вваливаются глаза и контурирует височная мускулатура. Плотность мочи может быть достаточно чувствительным критерием статуса гидратации, особенно у урикотеликов, и особенно при уремии (Gibbons, et al, 2000). Во всяком случае, это мне кажется справедливым для черепах рода Testudo и игуан. У других видов этот параметр имеет меньшую диагностическую ценность.
   
     На кислотность мочи влияет множество факторов, но прежде всего, рацион. рН у активных растительноядных рептилий, как правило, щелочная. У большинства ящериц рН мочи находится в пределах 5,5-6. Она снижается после зимовки, при истощении, высокобелковой диете, но чаще всего – при длительном голодании и дегидратации, то есть почти у любых долго болеющих рептилий. У сухопутных черепах после зимовки моча имеет рН около 5,5, но затем, после начала самостоятельного кормления в течение месяца повышается до 8-8,5 (Innis, 1997).
   
     Белок даже в застойной моче присутствует в следовых количествах, порядка 0,3 мг/л (30 мг/дл). Повышение белка до 1-3 мг/л отмечается только у больных рептилий. Ложноположительные результаты при использовании бумажных экспресс-полосок могут регистрироваться при щелочной рН или загрязнении образца содержимым кишечника. В остальных случаях протеинурия является достаточно надежным указанием на гломерулонефрит.
   
     Глюкоза в норме в моче отсутствует, однако при диабете может повышаться довольно значительно, более 200-500 мг/дл, по крайней мере, у черепах. Умеренная глюкозурия (до 100 мг/дл) встречается у кахексичных животных, при обширных воспалениях в брюшной полости (например, при желточном перитоните) и при гепатоклеточном липидозе. Всех рептилий с глюкозурией необходимо обследовать дополнительно.
   
     Кетоны, кетоновые тела и билирубин продуцируются в мизерных количествах и не встречаются в моче даже у рептилий с установленным сахарным диабетом (Gibbons, et al, 2000).
   
     Кровь очень часто попадает в образец мочи при массаже клоаки или введении катетера. Ложноположительный результат появляется при загрязнении мочи формальдегидом или витамином С (иногда после курса аскорбиновой кислоты). В случае положительной реакции на кровь в используемых тест-полосках, диагноз обязательно следует подтвердить микроскопией. В таких случаях даже при кровотечении в мочевом пузыре или уретре обязательно присутствуют измененные эритроциты. Гематурия у рептилий обычно обусловлена теми же причинами, что и у млекопитающих, и встречается при нефритах, мочекаменной болезни, травмах и новообразованиях. Миоглобинурия может возникать при болезнях сердца, травмах, кахексии, а также после инъекций раздражающих препаратов, например, 5% байтрила.
   
     Микроскопия нативного мазка позволяет выявить некоторых жгутиковых паразитов. Обнаружение в моче живых сперматозоидов – один из способов определения пола у рептилий, а также может характеризовать половую активность. В умеренном количестве всегда присутствует плоский и переходный эпителий, слизь, лейкоциты и мочевой осадок. Большое количество осадка у видов с растворимой мочой ненормально. Осадок преимущественно состоит из уратов и мочевой кислоты. Наличие оксалатов, струвитов и фосфатов также нельзя считать нормой. При застое в мочевом пузыре могут образовываться крупнокристаллические друзы, формирование игольчатых кристаллов часто сопровождается лейкоцитурией. В норме количество лейкоцитов не должно превышать 8-10 в поле зрения микроскопа при объективе × 10. Бактерии всегда присутствуют в моче, их популяция должна состоять из нескольких видов с присутствием подвижных кокковых форм, иногда сарцин.  Мономорфная популяция палочковидных бактерий может указывать на патологию, также ненормальным следует считать присутствие протея, стрептококков и грибов. Некоторые авторы считают важным диагностическим критерием наличие цилиндров, но я либо не умею их дифференцировать, либо просто не встречал в своей практике, хотя исследовал мочу у многих ящериц и черепах с манифестной почечной недостаточностью, установленным гломерулонефритом и т.п. Часто обнаруживаемые лейкоцитарные и слизистые агрегаты в форме тяжей конечно нельзя считать цилиндрами. Вообще, моча у рептилий обычно настолько загрязнена, что любой неокрашенный осадок дифференцировать очень сложно.
   
     Некоторое значение имеет и естественная окраска уратов. Зеленое окрашивание мочи – биливердинурия – важный диагностический критерий, характеризующий нарушения со стороны почек или печени. К сожалению, стандартные тесты для определения биливердина не выпускаются. Помимо зеленого, мочевой осадок может быть окрашен в коричневый, желтый или розовый цвет. Такая окраска или является артефактом (например, возникает после кормления одуванчиками или после лечения некоторыми препаратами – витаминами группы В, метронидазолом и т.п.), или появляется в присутствии некоторых бактерий, причем необязательно патогенных. Скорее всего, различные оттенки желто-коричневого спектра появляются при бактериальном метаболизме желчных кислот, попадающих в мочу из клоаки. При бактериальном загрязнении тест на нитриты также часто бывает ложноположительным. Почему моча иногда окрашивается в розовый цвет, мне не известно, но в такой моче обычно нет эритроцитов, и тест на гемоглобин отрицателен.
   
     Интересным, хотя и не дешевым методом оценки состояния почек, является определение ферментов в моче. У человека при почечной недостаточности отмечают резкое повышение ЛДГ и АСТ по сравнению с нормой. У кошек и собак может повышаться ЩФ. У птиц в почечной ткани обнаружены ЛДГ, АСТ, КФК, ЩФ,ГГТ и АЛТ, у рептилий -  по крайней мере, ЩФ и АЛТ (Ramsay, Dotson, 1995). При разрушении почечной ткани эти ферменты могут попадать в мочу. В работе Петры Келле и проф. Хоффмана (Kelle, Hoffman, 2002) определяли около 20 различных ферментов, электролитов и азотистых продуктов  в моче у нескольких видов сухопутных черепах. У особей с нарушенной функцией почек достоверно повышались уровни АСТ, КФК, ЛДГ, креатинина, мочевины, глюкозы, кальция, аммиака и фосфора. Уровень мочевой кислоты обычно сильно отличался от нормы, причем как в большую, так и в меньшую сторону.
Записан
MyReptile
MyReptile.Ru
***
Офлайн Офлайн

Сообщений: 0


WWW
« Ответ #1 : Октябрь 19, 2010, 04:18:54 »

Исследование крови.

Морфология форменных элементов.
   

     Все форменные элементы крови рептилий, также как у птиц, рыб и амфибий имеют ядра. Кроме того, в разных группах рептилий имеются значительные различия в морфологии циркулирующих клеток и физиологических нормах гематологических показателей. У одних ящериц, таких как игуаны или вараны, кровь имеет гетерофильный профиль (то есть доминируют гетерофилы), у других – лимфоцитарный, а у отдельных видов (например, у некоторых пресноводных черепах) могут доминировать базофилы. Нормальные показатели крови могут варьировать в зависимости от возраста, пола, времени года, условий содержания (в неволе или в природе) и кормления. Кроме того, на результаты анализа влияет техника взятия материала и лабораторные методы. Поэтому «нормы», которые публикуют разные авторы, могут заметно отличаться друг от друга. Усредненные значения для «всех рептилий» или «всех ящериц» вообще не пригодны для сравнения с собственными данными. Поэтому любая лаборатория, работающая с кровью рептилий, должна вначале обработать определенный серийный материал, полученный от клинически здоровых животных (порядка 100-200 исследований), чтобы охарактеризовать собственные «нормы» для нескольких конкретных видов. При этом нужно всегда пользоваться одинаковыми методиками. Полученные результаты могут отличаться от опубликованных в литературе, однако их вполне можно использовать для сравнения в случае патологии или при исследовании динамики заболевания в процессе терапии. Охарактеризовать «абсолютные» значения параметров крови можно только с помощью унифицированных методов, минимизирующих любые артефакты. Такие методы для рептилий пока не разработаны. Поэтому все «нормальные» показатели крови не нужно воспринимать как «абсолют», а только как относительную норму. Например, подсчитав количество эритроцитов у нескольких тупорылых крокодилов (N=5), мы получим цифру 60-400 тыс/мкл (эти данные приводит ISIS – международный информационный банк зоопарков – ISIS/ In-House Reference Values, 2001). Если посмотреть нормы для других видов крокодилов или усредненные нормы для крокодилов «вообще», то они будут составлять порядка 600-800 тыс/мкл. Значит, либо у всех исследованных нами особей тупорылых крокодилов тяжелая анемия, либо выбранная нами методика подсчета эритроцитов дает сильную погрешность, либо у данного вида крокодилов общее количество эритроцитов является в норме очень низким. Как интерпретировать  такие данные? Можно воспользоваться другой методикой, например, подсчитать количество эритроцитов с помощью автоматизированного счетчика или по окрашенному мазку и сравнить полученные результаты. Если количество эритроцитов окажется выше, вероятно, данный метод будет давать значения более близкие к абсолютным, и следует выбрать именно такую методику. Можно также оставить попытки приблизить полученную «норму» к абсолютным значениям и считать, что анемия тупорылого крокодила характеризуется снижением общего количества эритроцитов менее 50 тыс/мкл. В дальнейшем, когда количество исследованных особей приблизится к нескольким десяткам, наша «норма» расширится, откорректируется и станет лучше отражать ситуацию при условии, что методика всегда будет одинаковой.
   
     При характеристике форменных элементов крови рептилий возникают не только сложности в связи с морфологическими различиями у разных видов, но и некоторая путаница с базовой терминологией. Циркулирующие мононуклеары – лимфоциты и моноциты, очень похожи у всех позвоночных животных, а вот среди линий гранулоцитов имеются существенные различия и гетерогенность. Гетерофилы рептилий и птиц, по сравнению с гомологичными им нейтрофилами млекопитающих, имеют более высокую изоэлектрическую точку и окрашиваются эозинофильно. Термин «гетерофил» или «псевдо-эозинофил» часто применяют для нейтрофилов кроликов, морских свинок и гистрикоморфных  грызунов из-за выраженной эозинофильной окраски их гранул. Гетерофилы этих животных функционально и биохимически эквивалентны нейтрофилам других млекопитающих, а вот у рептилий сходство проявляется только в функции, так как имеются биохимические различия.  У большинства рептилий, за исключением некоторых ящериц и змей, имеется второй тип гранулоцитов, окрашивающихся ацидофильно. В связи с этим некоторые авторы применяют термин «ацидофил» к обоим типам клеток – и к гетерофилам, и к эозинофилам. Ацидофилы рептилий имеют широкую видоспецифическую вариабельность в размерах, морфологии ядер и гранул. Черепахи и крокодилы имеют 2 типа ацидофилов, которые по Сен-Жирону  происходят из единого клеточного ствола и соответствуют нейтрофилам и эозинофилам млекопитающих (Saint-Girons, 1970). Pienaar (1962) называет их ацидофилами I и II типа. Другие авторы (Mateo, et al, 1984) считают, что каждый тип клеток происходит от независимых предшественников (эозинофильного и гетерофильного) и называют эти клетки «эозинофил» и «гетерофил» - такая терминология сейчас принимается большинством авторов. У чешуйчатых второй тип ацидофилов (эозинофилы) встречается редко. Ультраструктура единственного типа клеток (ацидофил I типа или гетерофил) показывает, что у этой клеточной линии может быть более 1 предшественника, по крайней мере, у ящериц (Kelenyi, Nemeth, 1969; Zapata, et al, 1981). Для чешуйчатых большинство авторов использует термин «гетерофил». Чешуйчатые также имеют другой уникальный тип лейкоцитов – азурофилы. Это круглые клетки с единственным ядром и нежными азурофильными гранулами. Они одновременно сочетают в себе морфологические черты моноцита и гранулоцита. У ящериц азурофилы в своей средней фазе развития могут напоминать нейтрофилы млекопитающих или другие типы гранулоцитов. Это вызывает путаницу, так как некоторые авторы называют этот тип клеток «нейтрофилами» (Frye,1991). В некоторых немецких пособиях «нейтрофилами» также именуют азурофилы,  а не нейтрофильно окрашивающиеся видоспецифичные типы гетерофилов. Это совершенно не правильно, так как азурофилы происходят из моноцитарного ствола и не имеют отношения к гранулоцитарному стволу.  Согласно теории происхождения лейкоцитов, нейтрофилы есть только у круглоротых, костных рыб, амфибий и млекопитающих, и отсутствуют у акул, рептилий и птиц. Чтобы избежать путаницы, мы будем всегда использовать термины «гетерофил» для обозначения ацидофилов I типа, «эозинофил» для обозначения ацидофилов II типа и «азурофил» для обозначения клеток моноцитарного ряда, содержащих гранулы. Термин «нейтрофил» для рептилий лучше вообще не использовать.

Эритроциты.


     У всех рептилий эритроциты имеют овальную форму и обычно одно ядро. Их богатая гемоглобином цитоплазма окрашивается по Романовскому в различные оттенки желтого или кирпичного цвета у ящериц и змей, а у черепах и крокодилов может быть зеленоватой или голубоватой. В отличие от эритроцитов млекопитающих, имеющих двояко вогнутую форму, эритроциты рептилий сплющены, и в области ядра их форма слегка выпуклая. Вариабельность эритроцитов у рептилий более выражена, чем у других позвоночных. У ящериц размеры эритроцитов наиболее мелкие среди всех рептилий и в среднем составляют  14-18 х 8-10 мкм (у зеленой игуаны – 15,3 х 7,8 мкм). У черепах размеры эритроцитов составляют около 20 х 11 мкм. Количество эритроцитов негативно коррелирует с их размерами, поэтому  у ящериц их количество максимальное – у большинства видов более 1 млн/мкл, иногда до 2 млн. Норма для зеленых игуан составляет 0,8-2 млн/мкл.  Иногда встречаются безъядерные эритроциты, и в этом случае их именуют «эритропластидами». Можно также наблюдать и свободные эритроцитарные ядра, которые называются «гематогонами». Клиническое значение этих элементов не установлено. Умеренный пойкилоцитоз и анизоцитоз – норма для многих видов. Сильнее всего они выражены при регенеративных анемиях. Появление эритроцитов грушевидной, веретеновидной, округлой и других аномальных форм обычно является артефактом, наиболее выраженным по краям мазка. Истинный сфероцитоз, и особенно, микросфероцитоз является важным клиническим признаком и у высших позвоночных часто сопровождает некоторые аутоиммунные заболевания.  Frye (1991) указывает, что у рептилий с ревматоидным артритом или волчаночным синдромом, массовое появление мелких сфероцитов – один из основных симптомов, характеризующих патологию. Cambell (1996) утверждает, что базофильная зернистость появляется в цитоплазме эритроцитов в  ответ на анемию, дефицит железа или при отравлении свинцом. Гипохромные эритроциты появляются при железодефицитных анемиях в стадии ремиссии или при хронической кровопотере. Юные эритроциты обычны у молодых. Их количество возрастает во время линьки, при анемиях и кровопотере (иногда в значительном количестве). При выраженных регенеративных процессах эритроциты часто становятся двуядерными, митотически активными или сегментоядерными. Сходные изменения могут быть при воспалениях или после зимовки. Изменение формы ядер может быть связано с воспалением, истощением, алиментарной дистрофией. Настоящие ретикулоциты рептилий, также как юные полихроматофильные эритроциты, окрашиваются специальными суправитальными красителями, такими как новый метиленовый синий или бриллиантовый крезил синий, что позволяет отличить их от клеток других типов. Неизвестно, какие факторы, за исключением анемии, стимулируют эритропоэз у рептилий. Гипоксия и высокогорные условия не вызывают изменения величины гематокрита или гемоглобина у черепах и ящериц (Dessaeur, 1970; Atland, Thompson, 1958). Однако, в случае метастатической минерализации почек и, особенно, легких, у игуан в периферической крови в некоторых случаях появляется выраженная регенеративная реакция, которую связывают с гипоксией или гиперпродукцией эритропоэтина (Garner, 2001). Интересно, что  ящерица (Lacerta sp.), подвергнутая тироидэктомии, погибла через 8 недель с картиной тяжелой апластической анемии и резко сниженным гемопоэзом в костном мозге ( ).  
Гемопаразиты обычны в крови рептилий. Большинство их находятся в эритроцитах, но некоторые виды и в лейкоцитах. Чаще это паразитирование протекает бессимптомно. В клинических формах может отмечаться анемия. Ее  могут вызывать трипаносомы; Hemogregarina (водные рептилии); Hepatozoon, Kariolysis (ящерицы Старого света); Plasmodium, Hemoproteus, Saurocytozoon, Schellackia, Lainssonia, Babesia, Aegyptionella, Sauroplasma, Leishmania (в тромбоцитах, моноцитах и лимфоцитах). Saurocytozoon обитает в лейкоцитах, остальные – в эритроцитах. В эритроцитах могут быть видны различные тельца включений. Мелкие базофильные включения в эритроцитах пустынных черепах, по-видимому, представляют деградирующие органеллы при хронических болезнях. В течение многих лет их считали кровепаразитами и пытались лечить. В эритроцитах любых рептилий могут встречаться мелкие округлые включения – остатки деградирующего хроматина. Обычно они располагаются на полюсах клетки. По аналогии с эритроцитами млекопитающих их называют тельцами Жолли, хотя ядра в эритроцитах рептилий при этом сохраняются. Помимо деградирующих органелл, в эритроцитах могут встречаться различные включения экзогенного происхождения, которые напоминают прозрачные вакуоли с четко выраженной мембраной или окрашиваются от эозинофильного до базофильного спектра. Pienaar (1962) называет их «альбуминоидными тельцами».  Их размер колеблется в пределах 1-8 мкм, и клиническое значение не совсем понятно. Более мелкие включения, размером 1-2 мкм относят к пироплазмам и называют Sauroplasma, Serpentoplasma или Chelonoplasma в зависимости от видовой принадлежности хозяина. Их происхождение  не до конца выяснено, и таксономический статус является  спорным. Frank (1984) считает эти включения, также как и альбуминоидные тельца, артефактами, связанными с фиксацией или окраской мазков. С этим нельзя согласиться, так как подобные включения прекрасно видны в нативных неокрашенных эритроцитах, если применить фазовый контраст. Иногда при окраске по Романовскому в них выявляется базофильный материал, напоминающий хроматин. Telford (1984) пишет, что Sauroplasma «однозначно является организмом» и имеет экзогенное происхождение. До настоящего времени вопрос о том, как квалифицировать эти включения не решен, однако цитоспецифическая окраска с помощью Lymphocolor показывает, что данные включения точно не являются артефактами (Frye, 1991). В эритроцитах также не редко встречаются более крупные включения, которые связывают с присутствием иридовирусов или герпесвирусов. Полихромазия в отдельных случаях проявляется крупными вакуолями, не имеющими выраженной мембраны. Такие «вакуолизированные» эритроциты встречаются при гемолитических анемиях, гепатопатиях, хронических нефритах у игуан и других ящериц. У игуан иногда оказываются пораженными до 90% эритроцитов. Подобные вакуоли могут присутствовать и в гетерофилах. Frye (1991) также сообщает о подобных включениях у игуан и у гремучника Митчелла, у которого отмечались спонтанные геморрагии на слизистых ротовой полости и пищевода. Фрай считает эти включения экзогенными организмами. Мы склоняемся к мысли, что, хотя эти «альбуминоидные тельца» не являются артефактами (так как они видны в неокрашенных эритроцитах при фазовоконтрастной микроскопии), они, скорее всего, имеют эндогенное происхождение и могут проявляться при некоторых формах анемии. После курса катозала или патогенетической терапии основного заболевания количество атипичных эритроцитов, как правило, снижается.
Долгая жизнь эритроцитов рептилий (порядка 600-800 дней) делает ответ на анемию минимальным и пролонгированным, за исключением регенеративных реакций при острых кровопотерях. Митозы в эритроцитах рептилий – обычное явление, которое редко связано с онкологией. Особенно значительно отличаются мазки крови у ящериц с паразитарной гемолитической анемией.

Тромбоциты.


     У всех рептилий, за исключением гаттерий, тромбоциты представляют собой сравнительно мелкие, размером 8-16 х 5-9 мкм, ядерные клетки овальной или веретеновидной формы со слабо базофильной, почти прозрачной цитоплазмой и центрально расположенным ядром. Ядра тромбоцитов содержат уплотненный хроматин, что делает их более базофильными по сравнению с ядрами похожих на  них мелких лимфоцитов. Эти клетки имеют тенденцию к адгезии, и даже в быстро приготовленных мазках часто образуют агрегаты. На электронных микрофотографиях тромбоцитов видны тонкие псевдоподии, содержащие нежный гранулированный материал. Тромбоциты образуются из мегакариоцитоподобных  многоядерных клеток  в костном мозге и органах экстрамедуллярного гемопоэза рептилий. Специфическая окраска мегакариоцитов рептилий на лизосомальные ферменты положительна. Эти клетки, также как и взрослые тромбоциты, сохраняют способность к фагоцитозу (Frye, 1991). В цитоплазме тромбоцитов можно встретить бактерий, фрагменты разрушенных эритроцитов и неклеточный детрит. Но основная их функция такая же, как у высших позвоночных – осуществление гемостаза и заживление ран. Интересно, что тромбоциты рептилий сохраняют ограниченную полипотентность. При определенных условиях (анемии, кровепаразитарные заболевания) тромбоциты начинают увеличиваться в размерах, в их ядрах проявляются активные нуклеолы, и начинается синтез гемоглобина, постепенно заполняющего цитоплазму. Этот феномен был впервые описан Ф. Фраем, а этапы накопления гемоглобина прослежены с помощью бензидин-пероксидазной реакции (Frye, 1991). Подобно эритроцитам, зрелые тромбоциты рептилий сохраняют способность к митозу и амитотическому делению. Поэтому обнаружение в крови незначительного количества двуядерных форм можно считать нормой.
У клинически здоровых рептилий общее количество тромбоцитов в крови подвержено сезонным вариациям. В среднем, их количество примерно соответствует количеству лейкоцитов (10-19 тыс/мкл). У разных видов на 100 лейкоцитов встречается до 25-350 тромбоцитов. Тромбоцитопения  встречается при ДВС-подобных коагулопатиях. В мазках крови больных рептилий часто присутствуют умеренно реактивные тромбоциты с измененными тинкториальными свойствами. Полиморфноядерные тромбоциты могут встречаться при сильных воспалительных реакциях, например, при сальмонеллезной септицемии.  

Гетерофилы.

     В мазках периферической крови черепах и крокодилов, окрашенных по Романовскому или Райту, гетерофилы имеют единственное базофильное ядро, расположенное эксцентрично, и эозинофильные веретеновидные гранулы. У чешуйчатых гетерофилы имеют круглые или сегментированные ядра и эозинофильные гранулы многоугольной или плеоморфной формы. Размеры гетерофилов ящериц колеблются в пределах 13-17 мкм. В гетерофилах змей ядра обычно одиночные, гранулы плохо сформированы, у ящериц гетерофилы полиморфноядерные, а гранулы веретеновидные, палочковидные или плеоморфные. В молодых гетерофилах ядро обычно овальное, а гранулы имеют округлую форму. В более зрелых клетках количество сегментов ядра увеличивается до 2-3, в зависимости от вида ящериц. Большее количество сегментов не нормально и встречается при токсемии (гиперсегментация). Морфология и количество гранул имеет значительные видоспецифические вариации. У игуан максимальное количество кирпичных палочковидных гранул имеется в зрелых гетерофилах. В молодых клетках количество гранул в 2-3 раза меньше, они сферические и красно-оранжевые. У водяных агам, как и у некоторых других ящериц, зрелые гетерофилы сохраняют «ювенильные» черты и содержат округлые и нерегулярные гранулы. Встречается много клеток, где имеется всего 2-3 таких гранулы (Le Blanc, 2001). Окраска и форма гранул может значительно изменяться при изготовлении мазков. В мазках, окрашенных Diff-Quick и другими модификациями азур-эозина, гранулы гетерофилов значительно менее эозинофильны и хуже различимы, чем в модификациях окраски по Романовскому. В срезах, окрашенных гематоксилин-эозином, гранулы гетерофилов теряют свою специфичность и округляются. Они по-прежнему окрашиваются эозинофильно, но иногда их оттенок становится желто-коричневым или медным, так что их можно спутать с отложениями гемосидерина.
Функции гетерофилов рептилий аналогичны таковым у нейтрофилов млекопитающих. Они включают фагоцитоз и бактерицидную активность. При различных типах воспаления происходит аккумуляция гетерофилов в воспалительном очаге, с их последующей дегрануляцией, некрозом и формированием гетерофильной гранулемы (см раздел «Воспаление»). У птиц и рептилий, имеющих также эозинофилы, главное отличие между этими двумя типами клеток заключается в том, что гетерофилы не имеют миелопероксидазы и щелочной фосфатазы (Brune, Spitznagel, 1973).  От нейтрофилов млекопитающих гетерофилы отличаются отсутствием некоторых протеаз (например, катепсина) и пониженной гидролитической активностью. Единственный ацидофил чешуйчатых, возможно, комбинирует функции гетерофила и эозинофила в одной клетке, что косвенно подтверждается наличием в ней пероксидазной активности (Montali, 1988). В крови большинства рептилий с гетерофильным профилем их количество   составляет 30-45%. Относительное количество гетерофилов может увеличиваться до 70% и более  при многих воспалительных процессах, в том числе, не только бактериальной, но и грибковой, вирусной и даже паразитарной этиологии. Особенно гетерофилия выражена при сепсисе и некрозе, лейкозного уровня абсолютная гетерофилия достигает при миелоидном лейкозе (Rosskopff, Woerpel, Pitts, 1983). Гетеропения и даже агранулоцитоз встречаются при хронических инфекциях, особенно вирусных, типа IBD, а  также при бактериальном хрониосепсисе. Токсически измененные гетерофилы можно обнаружить при сильном воспалении, особенно бактериальном, или при токсемии. Эти изменения включают базофильную реакцию и вакуолизацию цитоплазмы, гиперсегментацию ядер и изменения формы и тинкториальных свойств гранул. Дегрануляция гетерофилов происходит в воспалительном очаге, в периферической крови это характеризует левый сдвиг лейкоцитарного ядра или токсические изменения клеток.

Записан
MyReptile
MyReptile.Ru
***
Офлайн Офлайн

Сообщений: 0


WWW
« Ответ #2 : Октябрь 19, 2010, 04:19:12 »

Эозинофилы.


     У черепах и крокодилов эозинофилы по размеру (12-17 мкм) сравнимы с гетерофилами. Они имеют овальное или двухлопастное эксцентричное ядро и крупные сферические эозинофильные гранулы. Большинство змей, например, такие распространенные виды, как тигровый и королевский питон или маисовый полоз, не имеют эозинофилов. У тех видов змей, у которых они есть, эозинофилы обычно крупнее, чем у других рептилий, порядка 17-20 мкм (Campbell, 1996). Эозинофилы ящериц, даже у тех видов, у которых они есть, в периферической крови можно встретить очень редко. У зеленых игуан эозинофил несколько крупнее гетерофила, имеет одиночное ядро и крупные овальные гранулы фиолетового цвета (при окраске по Романовскому). Вариации в форме и окраске гранул эозинофилов в целом характерны для всех низших позвоночных и птиц. Например, эозинофильные гранулы у венценосного голубя имеют палочковидную форму, а у удода они ярко-голубые. Эозинофилы черепах пероксидаза-позитивны и легко отличаются от гетерофилов с помощью простейших цитохимических процедур, например, с помощью бензидиновой пробы или реакции с р-фенилендиамином. Ультраструктура ацидофилов у рептилий и птиц широко варьирует и в основном остается не изученной. При световой  микроскопии дифференцируется только один тип гранул. На электронных микрофотографиях крупные электронно-позитивные сферические гранулы соответствуют овальным на окрашенных препаратах, меньшие по размеру и более короткие – палочковидные гранулы, видны только под электронным микроскопом. Третий тип – мелкие, округлые, электронно-негативные гранулы периодически выявляются у разных видов птиц. У млекопитающих в гранулах эозинофилов имеется кристаллоидный материал, которого нет в гранулах нейтрофилов. Похожий материал выявляется в эозинофилах некоторых водоплавающих птиц, но отсутствует у куриных и рептилий (Maxwell, 1979). Парадоксально, что гранулоциты гаттерий, амфибий и рыб больше напоминают клетки млекопитающих, чем рептилий (Montali, 1988).

     Функцию эозинофилов у млекопитающих связывают в основном с реакциями ГНТ и супрессией при гельминтозах. Функции эозинофилов птиц и рептилий не так хорошо выяснены. У этих животных эозинофилию крайне сложно вызвать экспериментально с помощью антигенов паразитов, но многократные внутриполостные инъекции бычьего альбумина с гидроксидом алюминия вызывают у цыплят системную эозинофильную реакцию. Данные других экспериментов показывают, что у птиц эозинофилы могут принимать участие в реакциях ГЗТ. Эозинофилия (более 60%) наблюдается у аллигаторов с экспериментальной инвазией пиявок, но у спонтанно инвазированных в природе животных ее не отмечали (Montali, 1988). У рептилий, по-видимому, эозинофилы участвуют в фагоцитозе иммунных комплексов, образующихся в присутствии паразитов, и, возможно, в реакциях ГЗТ.
У черепах отмечают максимальный процент эозинофилов среди всех рептилий (в норме до 15-20%), у ящериц – наименьший (0-2%). У видов, для которых в норме характерен достаточно высокий уровень эозинофилов, эозинофилия может в приближении указывать на инвазию гельминтов. Эти корреляции наиболее выражены у пустынных, водных и коробчатых черепах (Rosskopf, 2000). Менее выражена эозинофилия при инвазии кровепаразитов. У зимующих рептилий флуктуация эозинофилов в периферической крови – нормальное явление. Периоды повышенной активности животных характеризуются снижением абсолютного количества эозинофилов, и наоборот (Raskin, 1999). У черепах эозинопению отмечают в середине лета, эозинофилию – во время зимовки.

Базофилы.


     Все рептилии имеют базофилы. Это округлые клетки с крупными, круглыми, сильно базофильными метахроматическими гранулами, которые часто закрывают центрально расположенное ядро. В этих случаях базофил напоминает ягоду ежевики. Размеры базофилов у ящериц в среднем составляют 8-12 мкм, у змей и черепах они крупнее – до 13-16 мкм, самые крупные базофилы (до 20 мкм) найдены у гаттерии.  Базофилы рептилий часто окрашиваются метахроматически. Это связано с наличием в них двух типов гранул. Помимо крупных темно-базофильных гранул, в цитоплазме всегда имеются мелкие гранулы, красящиеся азурофильно. Метахромазия базофилов может иметь дифференциально-диагностическое значение. Некоторые рептилии, например, игуаны, имеют 2 типа базофилов: большие клетки с крупными (до 1 мкм) гранулами и маленькие, с очень многочисленными мелкими гранулами.
У рептилий, как и у других позвоночных, базофилы связываются с поверхностью иммуноглобулинов и реагируют дегрануляцией, высвобождая гистамин (Sypek, Borisenko, 1988). Базофилы в норме присутствуют в количестве 0-40% (в среднем 10-25%) в периферической крови разных видов рептилий. Базофильный профиль характерен для каймановой черепахи,  у морских черепах наоборот, базофилы встречаются достаточно редко. Сезонные вариации базофилов незначительны. Их количество может повышаться при некоторых кровепаразитарных болезнях (инвазии гемогрегарин и трипаносом) или иридовирозах (Rosskopf, 2000). Этот же автор сообщал о базофилии у черепах при различных гельминтозах ЖКТ. Я наблюдал базофилию при хронической инфекции у некоторых видов черепах и ящериц, причем при острой инфекции иногда можно наблюдать гетерофилию,  которая затем сменяется базофилией. Часто в крови ящериц можно встретить клетки с несколькими и даже полностью отсутствующими гранулами. Морфологически они больше всего напоминают дегранулированные базофилы, хотя мы не применяли гистохимические методы для их точной дифференциации. Базофилия у видов, в норме не имеющих эти клетки в большом количестве, должна оцениваться опытным клиницистом.

Лимфоциты.


     Как и у других позвоночных, в этом классе клеток существует морфологическая и функциональная гетерогенность. У большинства видов рептилий различают 2 типа лимфоцитов – мелкие и крупные, а у некоторых и  3 типа – мелкие, средние и крупные. Мелкие лимфоциты варьируют в размерах от 5,5 до 10 мкм, а крупные – в пределах 11-14 мкм. В лейкоцитарной формуле все лимфоциты подсчитываются как один тип клеток. Их цитоплазма окрашивается по Романовскому в бледно-голубой цвет и может содержать тонкую азурофильную зернистость или мелкие прозрачные (гиалиновые) включения. При бактериемии в лимфоцитах часто можно встретить фагоцитированные микроорганизмы и фрагменты эритроцитов. У многих видов ящериц (некоторые агамы, поясохвосты, вараны) кровь имеет лимфоцитарный профиль, и уровень лимфоцитов в норме может достигать 80%. Этот уровень, тем не менее, подвержен нормальным возрастным или сезонным вариациям. У молодых рептилий абсолютное количество лимфоцитов может быть слегка повышенным, это же характерно для самок. Количество лимфоцитов повышается в летние месяцы (у тропических видов во влажный сезон) и может резко снижаться во время зимовки. У некоторых черепах лимфоциты сразу после зимовки вообще отсутствуют в периферической крови. Их количество также снижается при голодании или плохом рационе. В связи с этим падение уровня лимфоцитов зимой и у животных с анорексией чревато иммуносупрессией. Повышение уровня лимфоцитов в норме происходит во время линьки, особенно у змей.

     Функция лимфоцитов рептилий такая же, как у птиц и млекопитающих – продукция иммуноглобулинов и участие в клеточных иммунных реакциях. Лимфоцитоз обычен при хроническом воспалении и во время заживления ран. Некоторые вирусные инфекции сопровождаются выраженным лимфоцитозом, а при IBD у змей лимфоцитоз может даже достигать лейкемического уровня, превышая 100 тыс. клеток/мкл. При этом вирусные включения можно видеть непосредственно в лимфоцитах (в 1-2% клеток). Лимфобласты и пролимфоциты в периферической крови редки, и их появление может указывать на серьезную патологию. В ядрах пролимфоцитов и юных лимфоцитов обычно имеется хорошо выраженное ядрышко, реже их может быть 2. Эти клетки имеют более крупные ядра, более конденсированный хроматин и более базофильную цитоплазму. Единичные бластные формы встречаются при сильном воспалении, но чаще характеризуют лимфоретикулярные неоплазии.
     Единичные митотические фигуры можно встретить и в нормальной крови. Появление реактивных лимфоцитов говорит об антигенной стимуляции. 

Плазматические клетки.


По морфологии плазмациты рептилий очень похожи на аналогичные клетки у млекопитающих. По размеру и окраске они напоминают лимфоциты, но в периферической крови обычно немногочисленны (0,2-0,5%). Цитоплазма плазмацитов окрашивается в более интенсивный голубой цвет, за исключением светлой парануклеарной зоны, которая является аппаратом Гольджи. Ядро у плазмацитов располагается несколько эксцентрично, меньше по размеру и гораздо темнее, чем у лимфоцитов. Иногда можно наблюдать более темную перинуклеарную зону конденсированного хроматина. В случае инфекции и иммунного воспаления количество плазмацитов может существенно повышаться. После сильной антигенной стимуляции могут появляться митотически активные клетки, а  в цитоплазме плазмацитов -  прозрачные тельца Рассела.

Моноциты.


     Моноциты – самые крупные клетки периферической крови рептилий. Их размер превышает диаметр крупных лимфоцитов и у разных видов варьирует в пределах  8-20 мкм. Они очень похожи на такие же клетки млекопитающих и имеют светлую, серо-голубую, нежно гранулированную цитоплазму, часто содержащую вакуоли. Азурофильные вариации моноцитов (не путать с азурофилами!) известны у черепах. Ядро моноцитов чаще всего имеет подковообразную форму и содержит гранулированный хроматин. В цитоплазме активированных клеток почти всегда можно встретить фагоцитированный материал.  У всех рептилий моноциты не многочисленны, порядка 0-10% (у большинства видов 0,5-3%). Однако,  у некоторых видов змей и ящериц их количество может в норме достигать 10-20% (Hawkey, Dennett, 1989; Pienaar, 1962). 

     Уровень моноцитов не подвержен сезонным вариациям. Моноцитоз у рептилий, как и у других животных, является маркером хронического воспаления. Их уровень особенно высок при формировании гистиоцитарных гранулем любой этиологии. Dotson с соавторами (1995) сообщают, что моноциты, в норме отсутствующие в крови у маисового полоза, тут же обнаруживаются при тяжелой бактериальной инфекции. При сильном воспалении в периферической крови можно наблюдать активированных  макрофагов с характерной «вспененной» цитоплазмой. Нередко они появляются у самок игуан с желточным перитонитом. Их исчезновение является хорошим прогностическим признаком.

Азурофилы.

     Азурофилы по размеру меньше моноцитов, имеют округлую форму и несегментированное ядро с компактным хроматином. Цитоплазма азурофилов выглядит красновато-бурой, но на самом деле окрашивается в бледный серо-голубой цвет. Красноватый оттенок ей придают многочисленные мелко- и грубозернистые азурофильные гранулы и нежные фибриллярные нити. В активированных клетках могут встречаться мелкие вакуоли и фагоцитированный материал. Азурофилы встречаются только у змей и ящериц, но далеко не у всех видов. Они вполне обычны у игуан. Эти клетки позитивно окрашиваются на пероксидазу, щелочную фосфатазу и селективный краситель нейтрофилов млекопитающих – Neutrocolor.

     Как уже обсуждалось выше, азурофилы разделяют морфологические черты нейтрофилов и моноцитов, но их функция явственно отличается от функции нейтрофилов млекопитающих. Они происходят из моноцитарного ствола и могут при определенных условиях морфологически преобразовываться в моноцитарный тип клеток (Will, 1978). У млекопитающих нейтрофилы также могут изменяться под воздействием инфекции и иногда совмещают фенотипические черты моноцитов и гранулоцитов. Клетки этого типа встречаются при лейкозе, классифицируемом как миеломоноцитарная лейкемия (Montali, 1988). У клинически здоровых ящериц количество азурофилов редко превышает 10% (в среднем 3-7%). Уровень азурофилов резко возрастает при антигенной стимуляции, особенно при моноцитарном ответе с участием IgM и IgY (Rosskopf, 2000). По нашему мнению, азурофилия – очень полезный маркер хронического гранулематозного воспаления. Так как у игуан их количество при воспалении значительно превышает количество моноцитов, изменение уровня азурофилов легче проследить в динамике. Schilling (1985)  установил у ящериц 5 «групп гемограмм», характеризующихся моноцитозом и азурофилией: болезни печени, септическое воспаление, хронические инфекции, травмы и паразитозы. Вероятно, это справедливо и для других групп рептилий.

Общеклинический анализ крови (ОКА)


     Общий объем крови у рептилий составляет приблизительно 5-8% от массы тела. У здорового животного можно без ущерба для него взять до 10% от общего объема крови, то есть у ящерицы массой 100 г можно взять около 0,7 мл. Разумеется, перед взятием крови не следует вводить животному химиопрепараты и кристаллоиды, тем более в тот же сосуд, из которого берется кровь. Кровь лучше брать из вены (технику венепункции см. в разделе «Инфузионная терапия») без антикоагулянта, или используя ЭДТА или литиевый гепарин. У млекопитающих в общеклинический анализ крови входят следующие исследования: определение гемоглобина, общего количества эритроцитов, лейкоцитов, лейкоцитарной формулы, а также вычисление цветового показателя, СОЭ и при необходимости  таких расчетных показателей, как среднее содержание гемоглобина в одном эритроците, средний объем эритроцитов, средняя концентрация корпускулярного гемоглобина. Для рептилий в ОКА обычно не определяют СОЭ и цветовой показатель, однако обязательно определяют гематокрит и иногда уровень фибриногена. Кровь, в зависимости от задач исследования и размеров пациента, берут в объеме 0,5-2 мл, как правило, из вентральной хвостовой вены с помощью шприца или вакутайнера с гепарином. ЭДТА (трилон Б) у рептилий и птиц вызывает гемолиз эритроцитов, и поэтому не рекомендуется для использования в качестве антикоагулянта.

     Это справедливо при выполнении биохимического исследования, однако в некоторых случаях ЭДТА может быть предпочтительнее, чем гепарин. Во-первых, любые гепарины, в том числе, литиевый, сильно меняют тинкториальные свойства клеток, особенно гранулоцитов. Во-вторых, гепарин может влиять на результаты некоторых визуальных колориметрических методов (особенно, определение общего белка) и определение гематокрита. По данным Hanley, et al (2003) ЭДТА при проведении ОКА у 32 игуан достоверно давал меньше погрешностей, чем гепарин. Таким образом, для проведения только общеклинического анализа предпочтительнее использовать ЭДТА, но если кровь одновременно используют для биохимического анализа, лучше использовать гепарин. Для приготовления тонкого мазка антикоагулянты лучше вообще не использовать.

     После взятия в шприц кровь быстро переносят в центрифужную пробирку с сепарирующим гелем, а оставшуюся часть в объеме 100-200 мкл используют для подсчета общего количества эритроцитов и лейкоцитов, определения гемоглобина, гематокрита и приготовления тонкого мазка.  Кровь у рептилий сворачивается в течение примерно 40 секунд, поэтому все растворы и посуда для исследования должны находиться под рукой, и действовать нужно быстро. В противном случае лучше пользоваться антикоагулянтом, хотя это может вызвать дополнительные артефакты.
Записан
MyReptile
MyReptile.Ru
***
Офлайн Офлайн

Сообщений: 0


WWW
« Ответ #3 : Октябрь 19, 2010, 04:23:38 »


Исследование костного мозга.

     У млекопитающих  и птиц исследования костного мозга помогают уточнить диагнозы первичных заболеваний кроветворных органов, таких как неоплазии, аутоиммунные болезни, инфекции и токсикозы. По поводу морфологии костного мозга рептилий опубликовано не так уж много работ (Vasse, Beaupain, 1981; Frye 1991; Garner, et al, 1996; Redrobe, McDonald, 1999; Garner, 2004). У ящериц и крокодилов костный мозг развит в достаточной степени в бедренной и плечевой костях, и у крупных особей его можно получить с помощью аспирации. У мелких ящериц, змей и черепах костный мозг можно получить только путем эксцизионной биопсии губчатой кости. У черепах наиболее удобным местом является область костного мостика карапакса и шейные пластины пластрона. У змей и ящериц берут фрагменты реберных костей или остистые отростки позвонков. Материал для биопсии берут парными кусочками максимально возможного размера и проводят эксцизию на всю толщину кости. Один образец фиксируют в 10% буферном формалине для гистологического исследования, а другой оставляют для цитологических процедур. Сначала биоптат выдерживают в изотоническом растворе, слегка встряхивая. Для этого используют красный вакутайнер, который не содержит ЭДТА, обычно лизирующий мононуклеарные клетки рептилий. Смыв либо непосредственно наносят на стекло в  виде тонкого мазка, либо сначала центрифугируют. Приготавливать мазки лучше незамедлительно.

     Микроскопически костный мозг рептилий очень похож на костный мозг птиц. Клетки эритроцитарного ряда развиваются вдоль внутренней поверхности костномозговых синусов. Считается, что тромбоциты также дифференцируются из клеток, выстилающих синусы, а кроме того, из клеток экстрамедуллярного гемопоэза, например, в селезенке. Клетки миелоидного ряда развиваются из стромальных элементов, окружающих синусы, и включают гетерофилы, моноциты, лимфоциты, плазматические клетки и  азурофилы и эозинофилы у некоторых видов. Развитие базофилов плохо понимаемо: они очень редко встречаются в костном мозге рептилий, зато часто видны в тимусе, что, возможно, указывает на более важную роль этого органа в гемопоэзе базофилов (Garner, 2004). В остальной части стромы развиваются клетки жировой ткани, фибробласты, меланоциты, остеобласты, остеокласты и другие типы макрофагов. Результаты цитологического исследования костного мозга рептилий интерпретируются также, как и у других животных. Можно выделить несколько  цитологических картин, характеризующих определенные виды патологий.

     Физиологические реакции.  Кровопотеря и регенеративные реакции при анемиях вызывают гиперплазию эритроидных элементов на внутренней поверхности синусов. Количество клеток-предшественников возрастает и в центральном канале по сравнению со зрелыми эритроцитами. Гиперплазия миелоидных клеток проявляется концентрацией бластных элементов вдоль наружной поверхности синусов и миграцией этих клеток через стенку синусов в центральный канал.

        Токсикоз. Токсические изменения в косном мозге преимущественно проявляются некрозом отдельных клеток и гиперсегментацией гранулоцитов. Чаще всего это наблюдается при хроническом воспалении и эндотоксемии. Интоксикация бирманских гадюк, Azemiops feae, фенбендазолом проявлялась диффузным некрозом гранулоцитов (Alvarado, Garner, et al, 2001).

      Неоплазия.   Прижизненные исследования биоптатов косного мозга при онкологических заболеваниях рептилий пока проводят редко. Секционный материал показывает, что при лимфомах обычно поражается и костный мозг. Цитологический анализ помогает лучше охарактеризовать тип опухоли кроветворной ткани, и должен проводиться как рутинное исследование.

     Инфекционное воспаление.  Многие возбудители инфекций способны вторично инвазировать костный мозг, однако первичное воспаление, захватывающее исключительно костный мозг мало вероятно и в литературе не описано. Бактериальное воспаление в костном мозге сопровождается формированием колоний микробных тел в синусах и сосудах мозга и интенсивным некрозом. Вторичные манифестации в костном мозге возможны при хроническом гранулематозном воспалении (туберкулез, микозы) и при некоторых паразитарных болезнях, особенно при трематодозах и малярии (Garner, 2004).  При иридовирозе обусловленном LEV включения могут быть видны в эритроидных клетках костного мозга. При системном герпесвирозе у черепах включения встречаются в эндотелии костномозговых синусов. Цитоплазматические включения при IBD  у змей обычно наблюдаются в лимфобластах и других клетках мононуклеарного ряда, локализованных в костном мозге (El Marsi, Saad, et al, 1995).

Записан
MyReptile
MyReptile.Ru
***
Офлайн Офлайн

Сообщений: 0


WWW
« Ответ #4 : Октябрь 19, 2010, 04:27:12 »

Специальные методы диагностики

Рентгенография
     

     Для рентгеновской съемки большинства видов ящериц пригодны практически любые переносные и стационарные рентгеновские установки, лишь для крупных особей толщиной более 10 см необходимо использовать отсеивающий растр, чтобы уменьшить рассеяние рентгеновских лучей и улучшить контраст. Для съемки мелких объектов предпочтительно иметь чувствительные экраны (Lanex Fine, Quanta Detail или Ultra Vision Detail)  и пленки с высокой разрешающей способностью (Cronex 10 или Дюпоновские G и L пленки). Другая система съемки, также дающая отличные результаты – использование маммографических кассет и пленок, например, кассет Kodak Min-R и пленок Microvision C. 
   Технические условия съемки ящериц, также как и птиц, несколько отличаются от съемки других животных, так как плотность их костной ткани ниже. Для съемки 300-граммовой игуаны шириной 4-6 см нужен режим 50 кВ и 6-8 мА/сек. На каждый следующий см толщины тела нужно добавлять по 2 кВ для достижения необходимой жесткости. Для обзорных снимков достаточно двух проекций -  дорзо-вентральной и боковой. Прицельные снимки иногда необходимо делать и в других проекциях. Для снимков в боковой проекции необходимо перевести излучатель в горизонтальную плоскость, так как фиксация ящерицы на кассете в боковом положении обычно искажает топографию органов. Для такой съемки нужна подставка для кассеты и небольшая платформа (коробка, пластиковый контейнер), позволяющая расположить животное напротив центра кассеты. Фокусное расстояние при любом режиме съемки – 90 см.
Интерпретация данных рентгенографии.

•   Скелет.
     

     Нормальная костная ткань является рентгеноконтрастной, и даже у молодых животных должны просматриваться все кости таза и все хвостовые позвонки. Поскольку большинство ящериц в неволе в той или иной степени страдает от рахита или других форм остеопатий, то почти всегда на рентгеновском снимке выявляются хотя  бы незначительные отклонения. При вторичном гиперпаратиреоидизме наблюдается общее снижение рентгеноконтрастности костной ткани, особенно в области тазового и плечевого пояса. При фиброзной остеодистрофии наблюдается «баллонизация» диафизарного кортекса длинных трубчатых костей конечностей с изменением  нормальной структуры трабекул. Обычны спонтанные переломы и искривления плечевых и бедренных костей. Различить отдельные тела позвонков, особенно в грудо-поясничном и хвостовом отделах становится почти невозможно. Изредка можно наблюдать компрессионные переломы позвонков вследствие кифоза или сколиоза позвоночника (у молодых животных). При увеличении мандибулы рентгенограмма также показывает равномерное снижение плотности ткани и ротацию альвеолярного края («плавающие зубы»). Другие возможные нарушения включают травматические переломы и пролиферативно-литические изменения костной ткани в области суставов, позвонков или подъязычного аппарата. Заживление переломов у ящериц проходит с образованием мощного пролиферата волокнистой соединительной ткани (это занимает 2-6 недель)  и затем формирование первичной костной мозоли с последующим окостенением (в течение 3 – 12 месяцев). Мозоль становится рентгенопозитивной только после окостенения, обычно гораздо позже клинической стабилизации перелома. Поэтому контрольные рентгеновские снимки помогают оценить только характер репозиции, но не консолидации костных отломков, и вопрос «отменять или нет» лечебную иммобилизацию будет зависеть скорее от опыта врача, чем от данных  рентгенограммы.
Литические изменения костной ткани превалируют при остеомиелите и септических артритах, у игуан чаще в области фаланг пальцев, у хамелеонов, например, в области нижнечелюстных костей. Часто это сопровождается отеком  окружающих  тканей, образованием полостей, и минимальной продукцией надкостничного пролиферата. В области позвоночника такая картина характерна при абсцессах и не остеогенных  опухолях. Пролиферативные изменения превалируют при хроническом воспалении и некоторых редких нозологиях (болезнь Педжета, гипертрофическая остеопатия, болезнь Мари, оссифицирующий спондилит, остеогенные опухоли и др.),  которые будут описаны в разделе «Опорно-двигательный аппарат».

•   Грудная клетка.


     У игуан сердце расположено краниальнее грудного пояса, слегка справа. Основание сердца затенено во всех  проекциях, а верхушку сердца и перикард иногда можно определить в боковой проекции. Самая распространенная патология, которую можно обнаружить на рентгенограмме – минерализация крупных артерий и особенно спинной аорты при атеросклерозе или метастатической минерализации. Изменения хорошо просматриваются в артериях брыжеек на уровне полей легких, в эпикарде в области верхушки сердца и собирательных трубках почек, а также в аорте вентральнее поясничных позвонков в латеральной проекции. При дилатирующей кардиомиопатии и гидроперикарде можно наблюдать расширение тени сердца, сдвигание верхушки миокарда в каудальном направлении и появление рентгенонегативной полости в перикарде. Лучшие диагностические возможности рентгенография дает у ящериц с каудальным расположением сердца, например, у варанов и тегу.
Легкие одинакового размера расположены у всех ящериц в передней трети полости тела. В дорзо-вентральной проекции корни легких обычно затенены другими органами. Лучше исследовать их в латеральной и кранио-каудальной проекции. Основные бронхи и область бифуркации видны только у крупных ящериц и в этой зоне рентгеноконтрастность может возрастать в случае метастатической минерализации. В остальном поля легких практически рентгенонегативны за исключением нежных неровных линий на периферии легкого, где происходит газообмен. Большинство процессов в легком выглядит как локальное или диффузное повышение рентгеноконтрастности с нечеткими контурами, чаще вдоль нижней границы легкого.

•   Брюшная полость.


     Пищеварительный тракт у ящериц, особенно у растительноядных видов, заметно отличается от ЖКТ млекопитающих по строению, а отсутствие диафрагмы делает его еще и очень мобильным. Поэтому в некоторых случаях мы можем наблюдать переполненные газом петли ободочной кишки на фоне полей легких или каловые массы почти на уровне верхушки сердца. Желудок у ящериц расположен в левой половине брюшной полости каудальнее печени. У варанов он вытянут кранио-каудально, а у игуан сдвинут назад и лежит почти горизонтально. У голодных  игуан желудок располагается слева, тонкий кишечник компактно свернут в центре брюшной полости над малой кривизной желудка, а справа расположена ободочная кишка, причем слепокишечный вырост находится наиболее краниально, а сигмовидный отдел и ампула прямой кишки – каудально, на уровне входа в таз. При метеоризме или каловом завале в ободочной кишке желудок может сдвигаться почти до верхней апертуры таза, причем петли толстой кишки будут располагаться краниальнее, восходящий отдел ободочной кишки слева, а нисходящий справа от желудка. В заполненной газом ободочной кишке игуан обычно хорошо видны поперечные перегородки камер.
В желудке и ободочной кишке почти всегда присутствуют инородные тела, в основном гравий, а также газ и каловые массы. Любое состояние «острого живота», вызванное высокой или низкой, динамической или механической кишечной непроходимостью, инвагинацией, илеусом, каловым завалом и т.п. обычно сопровождается одинаковыми симптомами – летаргией, болезненностью брюшной стенки и рвотой. На обзорном снимке различить высокий или низкий отделы ЖКТ при этих состояниях весьма затруднительно, так как топография этого очень подвижного отдела может сильно изменяться. Поэтому в таких случаях необходимо проводить контрастную рентгенографию с суспензией сульфата бария (30%) или ионорганическими контрастными средствами, например, йогексолом (Омнипак, 240 мг/мл), разведя его водой в 2 раза. Контраст задается зондом в кардию желудка, в объеме приблизительно 10 мл/кг. Основной смысл этой манипуляции – дифференцировать высокую или низкую локализацию повреждения. Поэтому снимок можно делать уже через 30-40 минут. За это время контраст обычно проходит через привратник и контрастирует желудок и проксимальную двенадцатиперстную кишку. Дождаться, пока контраст окажется в тонком кишечнике, а тем более в ободочной кишке у животного с нарушенной перистальтикой практически невозможно.

     Если скопление газа или инородных тел, вызвавшее атонию ЖКТ и рвоту оказалось за пределами желудка, то скорее всего процесс локализован в ободочной кишке (здесь может помочь цизаприд). Если гравий обнаружен в желудке на фоне клиники «острого живота», показана экстренная гастротомия. В тонком кишечнике обструкция инородным телом маловероятна, и если контраст проходит до крупных газовых пузырей в этом отделе, наиболее вероятным диагнозом будет инвагинация, абсцесс или интрамуральная опухоль.
Печень располагается сразу каудальнее сердца, но ее границы не различимы. Гепатомегалия характеризуется дорзальным сдвиганием нижней границы легочного поля в латеральной проекции, при условии, что она не будет затенена каловыми массами в ободочной кишке. Желчный пузырь лежит в вырезке правой доли печени, но в дорзо-вентральной проекции он обычно затенен позвоночником. Селезенка  у всех ящериц очень компактная и у игуан расположена слева от большой кривизны желудка. Поджелудочная железа вытянута и лежит справа вдоль малой кривизны и пилорического отдела на уровне перехода в двенадцатиперстную кишку, практически перпендикулярно позвоночнику.

     Дифференцировать эти органы удается только при их значительной гипертрофии. Заднюю треть, а у упитанных ящериц – почти половину полости тела занимают парные симметричные жировые тела. Они обладают умеренной рентгеноконтрастностью и могут затенять все другие органы в этой области. Их границы могут быть видны и часто вводят врача в заблуждение, так как на фоне прозрачных структур (легких, газа в кишке, жидкой мочи в мочевом пузыре) они напоминают уровни экссудата. При асците и экссудативных перитонитах также можно наблюдать жидкость. Однако, если сделать дорзо-вентральный снимок, переведя излучатель в горизонтальную плоскость (для этого нужно удерживать ящерицу вертикально на фоне кассеты), можно наблюдать сдвигание уровня жидкости в каудальном направлении.

•   Выделительная система.
   

       Почки у большинства ящериц (игуан, хамелеонов, лацертид, агам) расположены в пределах таза и в норме не должны определяться. У варанов и тегу почки расположены в каудальной брюшной полости. Почки становятся рентгеноконтрастными только при их минерализации (в этом случае видна тонкая сеть собирательных  трубок с минерализованной lamina propria). При реномегалии, обычно сопровождающей хронические нефриты, наблюдается равномерное затемнение в области входа в таз. При этом почки частично или полностью сдавливают терминальный кишечник, что обычно приводит к копростазу и скоплению газа у верхней апертуры таза, хотя, по моему мнению, это состояние легко диагностировать пальпаторно, и без рентгенографии. Мочевой пузырь развит у большинства ящериц, особенно у пустынных видов.

     Дифференцировать тонкостенный мочевой пузырь на фоне толстой кишки невозможно, однако уролиты при мочекаменной болезни и уплотненный мочевой осадок при атонии мочевого пузыря рентгенопозитивны. У игуан уролиты могут быть очень крупными. Они, как правило, одиночные и имеют выраженную концентрическую слоистую  структуру. Иногда при хронических уроциститах гипертрофированную стенку мочевого пузыря можно рассмотреть и на рентгеновском снимке. Контрастная урография может иметь некоторую диагностическую ценность при отсутствии УЗИ, но требует быстрых и слаженных действий от персонала.

     В эксперименте (Васильев, 2003) контрастную рентгенографию проводили 5 игуанам разного размера и возраста, причем у 3-х из них предварительно был поставлен диагноз почечная недостаточность на основании физикального обследования и данных биохимии крови (инверсия Са/РО4; повышение уровня мочевой кислоты, мочевины, калия и КФК). Для контраста использовали 76% урографин (Шеринг), причем дозы варьировали от 500 до 1000 мг/кг. Контраст вводили болюсно в вентральную хвостовую вену. Съемку проводили непосредственно перед исследованием, а также через 30, 60, 120 и 300 секунд. Почки удалось визуализировать только у двух клинически здоровых игуан при дозе контраста не менее 1000 мг/кг. При этом в течение 30 секунд начинали визуализироваться выносящие вены почек (рис ), через 60 секунд – почки (рис ) и через 120 секунд контраст уже исчезал из области таза (рис ). У больных животных контраст, по-видимому, не накапливался в необходимом количестве в паренхиме почки из-за нарушения перфузии органа.
     Таким образом, данный метод может быть применим скорее для негативной оценки результата – сама возможность визуализировать почки указывает на их сохранную функцию.

•   Половая система.

     Интактный яичник у ящериц не различим. На последних стадиях вителлогенеза увеличенные фолликулы вызывают сдвигание кишечника в краниальном направлении, но сами фолликулы не дифференцируются, только латеральные границы наиболее краниальных фолликулов могут быть заметны в виде слабо контрастных округлых структур на фоне прозрачных полей легких. Овулировавшие яйца, особенно на поздних сроках беременности, достаточно отчетливо различимы. Они овальной формы и имеют четко очерченные границы на латеральных полях брюшной полости. К сожалению, возможности рентгенографии не позволяют дифференцировать состояние дистоции (как пре-, так и постовуляторной) от нормальной беременности. Семенники у самцов также не различимы. У некоторых варанов и гекконов могут быть видны опорные структуры гемипенисов в основании хвоста. Лучшие возможности для их визуализации предоставляет УЗИ.
Записан
MyReptile
MyReptile.Ru
***
Офлайн Офлайн

Сообщений: 0


WWW
« Ответ #5 : Октябрь 19, 2010, 04:30:01 »

Ультрасонография (УЗИ)


     Ультрасонография в последнее время стала обычной в ветеринарии экзотических животных, хотя ее применение для рептилий имеет некоторые ограничения. Прежде всего, это связано с особенностями топографической анатомии этой группы животных, сильными видоспецифическими различиями, а также мелкими размерами большинства ящериц. Нормальная ультразвуковая анатомия капского варана, Varanus exanthematicus, описана в статье Sainsbury, Gili (1991), пустынной черепахи – Penninck с соавторами (1991), некоторые нормальные сканограммы зеленых игуан иллюстрируют последнее пособие Элиота Якобсона (Jacobson, 2003). Впрочем, не  думаю, что в анатомии конкретных видов ящериц можно разобраться, используя пособия. Я, например, в начале экспериментировал с аккуратно вскрытыми павшими ящерицами, вставляя в органы маркеры из толстой нейлоновой лески.
   
     Для исследования ящериц массой от 300-400 г пригодны линейные и конвексные датчики с частотой 7,5 МГц. Для более мелких видов нужно использовать линейный датчик 10МГц или аквадистанционный метод сканирования, так как глубина фокуса (4 см) не позволяет исследовать объект толщиной 1 см контактным методом. Контактный метод удобен при исследовании брюшной полости у ящериц подходящего размера. Брюшную стенку нужно густо смазывать ультразвуковым гелем, а если используется не ветеринарный, а медицинский датчик, то лучше дополнительно надевать на датчик резиновую перчатку, чтобы не царапать его поверхность о плотную чешую. Если объект слишком мелкий, или датчик оказывается слишком велик по отношению к ультразвуковому окну (например, при исследовании органов грудной клетки или таза), удобно использовать аквадистанционный метод. При этом тело ящерицы погружают под поверхность воды, а датчик направляют в ультразвуковое окно с расстояния 1-4 см (гель в данном случае не нужен).  Если площадь ультразвукового окна адекватна размеру датчика, но глубина фокуса слишком велика, удобнее использовать тонкостенный резервуар с жидкостью (например, резиновую перчатку) между датчиком и исследуемой поверхностью (гель при этом необходим). Нам удавалось при помощи этого метода и датчика 7,5 МГц не только установить беременность, но и дифференцировать живые и погибшие эмбрионы у змеи с диаметром тела всего 1 см (Васильев и др., 2002). Для исследования интактной половой системы у ящериц, а также анатомии черепах, оптимальны полостные  и микроконвексные датчики с частотой не менее 6-7,5 МГц.

Интерпретация данных УЗИ.

•   Сердечно-сосудистая система.


Сердце прекрасно визуализируется у любых ящериц, однако у видов с краниальным расположением сердца, как у зеленых игуан, визуализации полости желудочка мешает грудина и плечевой пояс. Для исследования таких ящериц я рекомендую вначале определить заднюю полую вену на сагиттальной сканограмме печени, и за тем, сдвигая датчик краниальнее вдоль этого сосуда, визуализировать венозный синус  и правое предсердие. В этой позиции легко исследовать атриовентрикулярный  клапан и устье аорты. Левое сердце и желудочки удобнее визуализировать с помощью  конвексного датчика через аксиальное ультразвуковое окно в основании шеи. Кровь в полостях сердца может быть умеренно эхогенной при низкой частоте сердечных сокращений. Особенно удобно исследовать сердце у варанов, так как оно располагается ниже мечевидного отростка грудины. В М-режиме здесь часто удается получить четкую синусоиду.

     УЗИ позволяет определить стеноз и минерализацию устья аорты и атриовентрикулярных клапанов, дилатацию предсердий и венозного синуса, минерализацию или наличие экссудата в перикарде, а также проводить мониторинг сердечной деятельности при анестезии. Иногда, наряду с электрокардиографией, это единственный способ установить факт биологической смерти у ящерицы в коматозном состоянии или при длительном постоперационном апноэ.

•   Брюшная полость.

     Возможность визуализировать органы брюшной полости зависит от наполненности толстого кишечника. У растительноядных ящериц с развитыми камерами ободочной кишки кормовые массы сохраняются в них даже при длительном голодании. Это, конечно, ограничивает диагностические возможности ультрасонографии.

     Печень располагается каудальнее сердца в краниальном целоме  и в общем случае напоминает по эхогенности структуру паренхимы млекопитающих, у варанов текстура печени более зернистая и скорее напоминает ткань селезенки (Redrobe, 1997; Sainesbury, Gili, 1991).  В печени можно наблюдать три сосудистых системы. Крупная одиночная vena cava проходит по вентральной стороне печени справа, срез этого сосуда является хорошим маркером на фронтальных сканограммах. Портальные сосуды печени имеют более выраженные гиперэхогенные стенки, печеночные вены скорее изоэхогенны. При жировой дистрофии печени характерно диффузное повышение эхогенности, текстура паренхимы  становится крупнозернистой, сосудистый рисунок обедненным, причем визуализация стенок портальных сосудов снижается, и увеличивается диаметр воротной вены. Абсцессы печени определяются как локальные гиперэхогенные образования.

     Желчный пузырь у ящериц лежит в вырезке хвоста правой доли печени или практически между ее долями посередине. Это один из главных маркеров при ультрасонографии брюшной полости у змей и варанов. У игуан он имеет вытянутую форму и иногда трудно визуализируется из-за кишечного газа. Стенка пузыря обычно изоэхогенна, наличие гиперэхогенного осадка не является нормой.

     Желудок у ящериц в пилорическом отделе имеет достаточно развитую стенку, в которой иногда можно различить несколько слоев. Кишечник и более мелкие органы брюшной полости при наличии газа и кормовых масс дифференцировать крайне сложно. В участках кишечника, где  хорошо виден перистальтичесий поток, можно визуализировать стенку кишки. У вытянутых рептилий, таких как змеи, вараны и безногие ящерицы, органы брюшной полости располагаются более линейно друг за другом, что облегчает их визуализацию. На таких объектах удобно тренировать свою технику.

     Каудальную полость тела занимают по бокам крупные жировые тела. Их текстура однородна и слегка гиперэхогенна по сравнению с другими органами брюшной полости. Их характеризует очень бедная васкулатура. Размер и форма жировых тел варьирует даже у особей одного вида, у перекормленных игуан они закрывают все висцеральные органы с латеральной стороны, включая печень. При перитоните и асцитах в полости тела видна свободная гипоэхогенная жидкость, особенно в подпеченочном пространстве, при желточном перитоните она окружает эхонегативные полости овулировавших яиц.

•   Половая система.


     Активные яичники в стадии вителлогенеза хорошо визуализируются, что может служить надежным критерием для определения пола у видов, лишенных полового диморфизма. Morris и Alberts (1996) исследовали гонады у трех видов ящериц с помощью УЗИ и показали, что этот метод позволяет отличить семенники и активные яичники.  Мне не удавалось достоверно различить интактные гонады, во всяком случае, у игуан с помощью линейного датчика. Для того чтобы дифференцировать яичник, диаметр фолликулов должен быть  хотя бы 5 мм. В полностью интактном яичнике их размер обычно меньше, а семенники вообще плохо различимы на фоне жирового тела. УЗИ, тем не менее, позволяет проследить стадию роста фолликулов и даже предсказать момент овуляции, так как у игуан это происходит при диаметре фолликулов около 25 мм. 

     Далее они выстраиваются более линейно и определяются у входа в таз. При задержке овуляции (фолликулярном стазе) фолликул напоминает овулировавшее яйцо, и его оболочка становится гиперэхогенной. Кроме того, содержимое пузыревидного фолликула, эхонегативного в норме, теряет гомогенность и становится зернистым или даже слоистым. После овуляции яйцо имеет вытянутую форму, гиперэхогенную (иногда двухслойную) скорлупу и умеренно гиперэхогенные участки в вентральном секторе яйца (Васильев и др, 2002).

     Размер яиц у игуан обычно превышает 25 мм. В процессе резорбции фолликулов при несостоявшейся овуляции, полости в каудальной части яичника становятся равномерно эхонегативными, и исчезают гиперэхогенные зоны на периферии пузырей. Размеры фолликулов уменьшаются.

     Гемипенисы у самцов можно различить в основании хвоста в виде овальных структур, изоэхогенных по отношению к окружающей мышечной ткани, с неотчетливо различимой гипоэхогенной полостью влагалища гемипениса в краниальном секторе.

•   Органы таза.

     
     Почки у игуан визуализируются плохо. Почки у ящериц обычно предлагают исследовать из нескольких позиций – в основном, паралюмбальной с дорзальной поверхности (игуана в грудном положении) или в латеральной позиции (игуана в положении на боку).

     Большинство зарубежных авторов рекомендуют исследовать их на сагиттальной сканограмме из дорзомедиального  положения со стороны крестца, задние конечности ящерицы при этом должны быть вытянуты краниально и прижаты к бокам брюшной стенки (Divers, 1997; Schliger, et al, 1994; Jacobson, 2003). Я предпочитаю фронтальную сканограмму почек со стороны брюшной стенки, так как это позволяет определить позицию их краниального полюса по отношению к лонному симфизу. В случае гипертрофии почек у игуан почка выходит за пределы таза, что сложно определить в сагиттальной проекции. Почка должна в дорзальном секторе сканограммы таза плотно примыкать к его поверхности.

     Если в этой точке просматривается гипоэхогенная (или даже эхонегативная) полость, речь, скорее всего, идет о жировом теле.  По-видимому, датчик расположен слишком краниально по отношению к тазу. В сагиттальной проекции срез жирового тела почти  в 2,5 раза превышают по размеру нормальную почку. При сагиттальном сканировании  ультразвуковой линейный датчик устанавливается на бедро и по нему скользит до паховой области. Почка визуализируется на сагиттальной сканограмме в области пересечения акустической тени бедра с акустической тенью позвоночника.  Здесь необходимо в режиме Freeze провести соответствующие измерения.

     Почки у ящериц равномерно и умеренно гиперэхогенны по отношению к окружающим тканям (за исключением костей таза). Корковый и мозговой слои не различимы, однако могут быть видны отдельные доли (у видов с дольчатым строением почки). На фронтальной сканограмме почки лежат симметрично в полости таза, разделенные кишечником. В центре виден срез крупной почечной вены, которую необходимо избегать при биопсии почки, если ее проводят под контролем УЗИ. Безопаснее проводить биопсию в каудальной области. Фронтальная сканограмма позволяет также сравнить текстуру обеих почек, так как нефриты у ящериц (особенно острые) нередко бывают односторонними.  На сагиттальой сканограмме  обычно видно движение артериальной крови на краниальном полюсе почки, и легко визуализируется выносящая вена почек. Сдвигая датчик краниальнее по ходу этой вены можно обнаружить гонады. Стаз уратов в крупных собирательных трубках почки и в мочеточнике всегда сопровождается локальным повышением эхогенности в ее вентральном секторе. Истинная минерализация, также как и подагра почек, проявляется в диффузном повышении эхогенности, иногда с гипертрофией органа.
Записан
MyReptile
MyReptile.Ru
***
Офлайн Офлайн

Сообщений: 0


WWW
« Ответ #6 : Октябрь 19, 2010, 04:32:37 »

Электрокардиография (ЭКГ)

     У большинства ящериц для снятия ЭКГ используют классические отведения от четырех конечностей, но это не всегда дает хороший эффект. У ящериц с каудальным расположением сердца (вараны, тегу) и крокодилов предпочтительнее снимать сигнал с двух передних конечностей   и двух отведений с корпуса каудальнее сердца. У ящериц с расположением сердца на уровне грудного пояса (игуаны, хамелеоны, сцинки и др.) предпочтительнее отведения с основания шеи. Для мониторинга анестезии можно использовать модификацию II отведения. При этом одна игла (к шприцу типа «Рекорд») вводится внутрикожно с правой стороны в основании шеи, а другая – под кожу левой подмышечной впадины. К ним прикрепляются зажимы электрокардиографа. При таком отведении QRS у игуан обычно положительный, хотя при стандартных отведениях он получается перевернутым и смазанным (Robinson, 1977). Я думаю, это происходит из-за положения сердца у игуан, так как его основание располагается правее средней линии, и верхушка повернута также  слегка вправо, что в норме изменяет направление средней электрической оси сердца по сравнению с млекопитающими и напоминает правоосевое отклонение с отрицательным QRS в I отведении и положительным – во II и III. Вектор средней электрической оси сердца рассчитывается, как и у других животных,  в шестиосевой системе Бейли. У игуан, по-видимому, существует положительная зависимость между направлением СЭО и массой тела. С возрастом «правоосевое» отклонение увеличивается.

     В целом, для рептилий при сравнительно высокой частоте характерна низкая амплитуда, не более 1 мВ (в среднем 0,3 мВ), и, соответственно, для снятия ЭКГ у этих животных необходим усилитель и калибровка 20 мм/мВ. Так как чешуя рептилий является хорошим изолятором, во всех местах контакта с кожей (и игл, и «крокодилов») нужно использовать хороший импортный гель. Кардиограф обязательно должен быть заземлен, и рядом не должны работать другие электроприборы, так как любой фон сделает ЭКГ не читаемой при такой низкой амплитуде. Скорость движения бумаги при нормальном сердцебиении 25 мм/с.
По поводу электрокардиографии у рептилий опубликовано не более 10 работ. Подробно ЭКГ описана у 4-х видов змей и 2-х видов ящериц: зеленой игуаны (Аlbert, et al, 1999) и канарской ящерицы (De Vera, Gonzalez,1999). Интерпретация данных ЭКГ у любых рептилий затруднительна, если только речь не идет о случаях серьезной патологии, таких, как гипертрофическая кардиомиопатия, стеноз устья аорты, гидроперикард, калиевый дисбаланс – т.е. состояниях, вызывающих значительные изменения на ЭКГ. Более всего ЭКГ применима для рептилий при мониторинге анестезии, в основном для определения брадикардии и аритмии. Замедление ритма обычно указывает на увеличение глубины анестезии, гипотермию или гипоксемию. Если у млекопитающих гипоксия миокарда вызывает изменения ST-сегмента, реверсию Т-зубца и увеличение его амплитуды, то у рептилий это значительно менее выражено.

     ЭКГ у рептилий имеет некоторые особенности. Фаза реполяризации у них значительно длинее, а ТР-интервал – наоборот, укорочен и занимает не более четверти сердечного цикла (особенно у водных черепах), тогда как у млекопитающих – около половины. При патологии миокарда, иногда и при сильной гипоксии, обычно расширение и двоение желудочкового комплекса, инверсия Т и Р зубцов, в норме позитивных при грудных отведениях. При анестезии ящериц Т-зубец прогрессивно становится скошенным, так что становится трудно определить QT и ST-интервалы, хотя они, естественно, увеличиваются при снижении ЧСС. У рептилий устье задней полой вены и венозный синус участвуют в систолическом акте предсердия, что проявляется в образовании V-зубца (при этом SV-интервал предшествует Т-зубцу). Появление или наоборот, исчезновение V-зубца в процессе анестезии может указывать на нарушение венозного возврата в большом круге. На картину ЭКГ влияют многие факторы, особенно температура и статус гидратации пациента, а такие интервалы как PR и QT сами по себе зависят от уровня сердечной деятельности. С увеличением температуры тела повышается амплитуда зубца Р, и уменьшаются интервалы S-T и R-R. Существует положительная зависимость между ЧСС и амплитудой зубца R. При позитивном QRS, P и T-зубцы в норме также позитивны, иногда Т может быть отрицательным, а Р – плеоморфным. В этом случае трудно дифференцировать интервал SV.  Для правильной интерпретации электрокардиограммы ящерицы необходимо, как и во многих других случаях, иметь контрольные показатели от здоровых животных сходного размера, пола и возраста, полученные в стандартных условиях унифицированными методами.

Эндоскопическое исследование
   

     Эндоскопия сейчас широко применяется в практике с мелкими и экзотическими животными, особенно в ветеринарии птиц. В ранней герпетологической литературе в основном описывали удаление инородных тел из различных отделов ЖКТ рептилий с помощью гибких эндоскопов. В 90-х годах прошлого века появилось много публикаций, описывающих лапароскопию, бронхоскопию, эндоскопическую визуализацию почек и гонад, а также некоторые общие принципы эндоскопического исследования у рептилий (Divers, 1997; Divers,1998; Schildger, 1992, 1994, 1997). Сейчас эндоскопию можно считать вполне  обычным методом, хотя ее применение в практике с рептилиями в основном ограничивается диагностической визуализацией различных органов, взятием биоптатов, удалением инородных тел и определением пола у видов, лишенных полового диморфизма или у молодых животных.

Ригидная эндоскопия.
 
     Аппаратура. Современные лапароскопы имеют стабильную оптическую линзовую систему (система Хопкинса). Оптические системы эндоскопов с линзовой оптикой характеризуются несколькими параметрами. Важнейшими из них являются угол направления наблюдения, угол поля зрения, увеличение и разрешающая способность. Современные оптические системы жестких эндоскопов позволяют получать углы полей зрения в пределах 70-90°. Угол направления наблюдения при обзорной целиоскопии рептилий должен быть прямым или проградным, увеличение – порядка 1-2 крат. Разрешающая способность является одной из основных характеристик, определяющих качество передаваемой оптической трубкой изображение, так как от ее величины зависит степень детализации рассматриваемого объекта. Величина разрешающей способности и расстояние до исследуемого объекта связаны обратной зависимостью. Комплект лапароскопа состоит из троакара с гильзой, оптической трубки, иглы для наложения пневмоперитонеума, гибкого световода и осветителя. Для проведения биопсии и других манипуляций имеется набор инструментов, в который входят щипцы, пункционные иглы и различного типа электроды. Эти инструменты вводят через биопсийный канал лапароскопа или через второй троакар.  Оптические трубки лапароскопов обычно соответствуют внутреннему диаметру троакара и имеют различные углы обзора (90, 135, 160 и 180°). Трубка с углом обзора 90° не искажает эндоскопической картины, но затрудняет ориентацию в полости тела в связи с небольшим полем наблюдения. В качестве источников света  лучше использовать световые пульты с ксеноновыми лампами мощностью 150-175 Вт.

Показания.  Целиоскопию проводят, если характер заболевания органов брюшной полости не удается уточнить с помощью лабораторных методов, рентгенографии или УЗИ. Прежде всего, это подозрения на заболевания печени и желчевыводящих путей, опухоли в брюшной полости, асцит неясного происхождения и «острый живот». Метод используется как для визуальной оценки  состояния внутренних органов, так и для взятия прицельной биопсии. Кроме того, лапароскопию традиционно проводят для определения пола у молодых рептилий или для научных целей (прижизненная верификация изменений), реже – для хирургических вмешательств.
 
Подготовка и проведение целиоскопии. Для проведения обзорной целиоскопии (лапароскопии) у рептилий применяют в основном 2,7 мм лапароскопы с длинной оптической трубки 18 см и углом поля  зрения 30°  (Karl Storz). При исследовании любых отделов, кроме клоаки, требуется общая анестезия, лучше всего пропофолом для мелких ящериц, мидазоламом или кетамин-медетомидином – для крупных, и масочный или аппаратный наркоз изофлюраном для ослабленных пациентов. Ящериц исследуют в боковом или спинном положении, это зависит от формы их тела. Для целиоскопии применяют парамедианный или паралюмбальный доступ через разрез 3-4 мм, что позволяет потом закрывать его одним петлевидным швом. Плевроперитонеум лучше проходить не троакаром, а тупым инструментом, например, с помощью «москита». Инсуффляцию брюшной полости можно проводить фильтрованным комнатным воздухом или углекислым газом со скоростью 1-1,5 л/мин под давлением 3-5 мм Hg, хотя даже повышение давления до 6-10 мм Hg обычно не нарушает газообмена в легких (Hernandez-Divers, et al, 2004).  Внутренние органы у ящериц покрыты висцеральными брыжейками и у некоторых видов, например, варанов, могут быть плотно «упакованы». Никогда не следует проходить брыжейки с помощью троакара, лучше это делать через рабочий канал  лапароскопа, хотя  биопсийные щипцы для этого не очень подходят. Можно вначале воспользоваться ножницами гибкого эндоскопа, а затем, разрезав серозные оболочки, уже использовать щипцы. Биопсию берут из любых органов, включая почки, гонады, печень, селезенку, поджелудочную железу, жировые тела, легкие, ЖКТ, брыжейки – то есть практически из любых измененных тканей.
Hernandez-Divers с соавторами (2003) провели билатеральную целиоскопию 32 молодым игуанам с помощью ригидного 2,7 мм лапароскопа под общей анестезией. Игуан фиксировали на правом боку, делали паралюмбальный разрез 3 мм, мускульный слой проходили тупым способом с помощью гемостатического зажима. В полость инсуффлировали СО2 со скоростью 0,5 л/мин до 2-4 мм Hg. Левый латеральный доступ позволял визуализировать большинство органов: сердце, легкое, желудок, тонкий кишечник, толстый кишечник, селезенку, печень, желчный пузырь, поджелудочную железу, надпочечники, семенники, эпидидимис, семяизвергательный канал, яичник, яйцеводы, почки, мочевой пузырь, жировое тело. Аналогичную операцию повторили из правой позиции. Результаты показали, что левый и правый доступ практически равнозначны при проведении обзорной целиоскопии. Из левой позиции лучше визуализировались сердце, желудок и селезенка; из правой – желчный пузырь и надпочечники.

     При проведении эндоскопических операций требуется специальное оборудование для эндоскопической хирургии: 4 МГц радиохирургические или электрохирургические блоки, диодные и углекислотные лазеры, и 2 и 3 мм инструменты для  педиатрической лапароскопии. В качестве модели Hernandez-Divers, Hanley (2003) проделали хирургическую целиоскопию и эндоскопическую орхидектомию у зеленой игуаны через 2 доступа. Для этого из латерального положения ввели 2,7 мм лапароскоп каудальнее пупка. После инсуффляции СО2 (0,5-1 л/мин, 2-4 мм Нg) установили два порта (2,5 и 3,5 мм) в третьем последнем межреберье на дистанции 25% от белой линии живота, что позволило ввести  2 мм и 3 мм инструменты (щипцы, ножницы, радиохирургическое и лазерное оборудование).  С помощью щипцов семенники мобилизовали и развернули вентральным полюсом, что позволило визуализировать почечные вены и надпочечники.  Монополярные радиохирургические ножницы использовали для разделения и коагуляции мезорхиума. Удаленные семенники извлекли через отверстие порта.

     Отверстия закрыли цианакрилатным клеем. После этого операцию повторили на другой стороне, визуализируя гонаду через пупочный доступ лапароскопа.

Использование фиброэндоскопов.

     Наиболее удобными пациентами при использовании гибких эндоскопов можно считать змей. Гибкие 2,8 мм бронхофиброскопы длиной 100 см и диаметром рабочего канала 1,2 мм пригодны для исследования практически любых отделов ЖКТ и легких у змей, черепах, крокодилов и ящериц от крупного до среднего размера. Для бронхоскопии более мелких видов нужны полужесткие эндоскопы с меньшим диаметром. Мелких ящериц можно обследовать только с помощью ригидных эндоскопов, причем эти исследования необязательно ограничиваются лапароскопией, но также позволяют исследовать трахею (до точки бифуркации), пищевод и желудок (до пилорического сфинктера), клоаку, ободочную кишку и мочевой пузырь. Использование гибких эндоскопов в практике с рептилиями пока не получило такого широкого распространения, как ригидная эндоскопия, и поэтому явилось предметом наших специальных исследований. Основные принципы эндоскопии ящериц разработаны нами на примере зеленых игуан.
.
Записан
Страниц: [1]   Вверх
Печать
Перейти в:  

Powered by MySQL Powered by PHP MyReptile 2006-2016
Powered by SMF 1.1.15 | SMF © 2006-2011, Simple Machines
ReDesigned by barkarola
Valid XHTML 1.0! Valid CSS!