Патогенез при сальмонеллезе.
Итак, мы договорились, что сальмонеллы не являются компонентом нормофлоры диких ящериц, за исключением некоторых тропических популяций синантропных видов, живущих в антропогенных местообитаниях. В неволе носительство сальмонелл можно считать нормой в том смысле, что оно представлено у большинства поголовья, носители, как правило, остаются клинически здоровыми и не представляют угрозы для других видов рептилий.
Более восприимчивые птицы, млекопитающие и человек могут заразиться с большей вероятностью, причем от любой клинически здоровой рептилии (при наличии определенных факторов, способствующих заражению). Сами рептилии тоже могут болеть сальмонеллезом, однако манифестное заболевание встречается, в основном, среди молодняка, который транспортируют или передерживают в крупных коммерческих партиях.
Экспериментальная инфекция при оральной инокуляции культуры сальмонелл змеям, ящерицам и черепахам вызывает у них выделение бактерий с калом в течение 24 часов, реже формирование агглютининов в крови, говорящее о некоторых иммунных реакциях. Парентеральная (подкожная, внутрисердечная или интрацеломическая) инокуляция вызывает реакцию антител, без воспалительных изменений в области инокуляции. После инокуляции выделение сальмонелл может продолжаться в течение неограниченного времени( ). Некоторые штаммы сальмонелл, идентифицированные как первичные патогены при спонтанных инфекциях у рептилий, вызывали пневмонию, целомит, абсцессы, гранулемы, септицемию, гиповолемический шок и смерть. Эти серотипы перечислены в таблице.
Таблица1 Серотипы сальмонелл, патогенные для рептилий.
S. agioboo S. muenchen
S. anatum S. oslo
S. carrau S. pomona
S. chameleon S. thompson
S. durham S. typhimurium
S. infantis S. saint-paul
S. krefeld S. subgenus II
S. montevideo S. subgenus IV
Мы также выделяли от больных рептилий S. arizonae (относящуюся сейчас к подроду III).
На вскрытии у змей и ящериц при сальмонеллезе чаще всего регистрируют гепатит, спленит, панкреатит, нефрит, пневмонию, гастроэнтерит, эпикардит и миокардит. Абсцессы и гранулемы практически во всех случаях формируются вне пределов ЖКТ. Все симптомы при сальмонеллезе не являются патогномоничными и встречаются при инфекциях, вызванных любым представителем семейства Enterobacteriaceae. В большинстве случаев сальмонелла ведет себя как типичный оппуртонистический патоген и часто обнаруживается в комплексе секундарной микрофлоры при криптоспоридиозе, туберкулезе, инфекционных гепато-билиарных болезнях, дистоции, микст-инфекционных дерматитах и т. п.
Содержание черепах, а возможно и ящериц, при повышенных температурах или дефиците жидкости, способствует более активному выделению сальмонелл у латентных носителей и иногда провоцирует манифестное заболевание.
Диагностика.
Для установления носительства сальмонелл сейчас разработаны разные методы. Классическим является изоляция штамма сальмонелл в культуре и затем его типирование по совокупности антигенных и биохимических свойств. Здесь возникает ряд сложностей.
Во-первых, для всех низших позвоночных характерно латентное носительство с периодическим выделением бактерий. При этом антибиотикотерапия может купировать выделение сальмонелл с фекалиями на срок до нескольких месяцев, не приводя к полной элиминации патогена. Поэтому данные контрольных бактериологических исследований почти не имеют диагностической ценности. Во-вторых, типирование штаммов сальмонелл - сложный и сравнительно дорогостоящий процесс. Большинство штаммов, которые мы выделяем от рептилий, плохо типируются по стандартным O-, H- и K-антигенам, и в основном попадают О-серогруппу «редкие и экзотические штаммы». Многие изоляты S. arizonae, изолированные от рептилий, являются лактоза-негативными. Выделение сальмонелл в культуре и их идентификация занимает не менее 3 - 4 суток.
Обычно первичные посевы проводят на одну из сред накопления. Наиболее характерный рост отмечают на селективных средах (чаще всего используют висмут-сульфит-агар). Бактериологическое исследование имеет даже при оптимальном выполнении не высокую чувствительность и специфичность, так как его результаты зависят от методов взятия материала и количества взятого образца, методик культивирования, а главное – от динамики появления сальмонелл в биологическом субстрате.
По некоторым данным, бактериологические методы позволяют выявить только 30 – 45% носителей среди рептилий. Марк Митчелл с соавторами (Mitchell, Shane, Roy, et al, 1999) предлагали применять ПЦР, хотя этот метод для рептилий не стандартизирован. Авторы использовали праймеры для ПЦР-диагностики S. typhimurium у домашних животных (коммерческий набор Qiagen Inc), проводя исследования на ферме по разведению игуан в Сан-Сальвадоре.
Авторам удалось выявить 6 различных серотипов сальмонелл, в том числе S. arizonae. Все образцы давали характерные полосы в агарозном геле, несмотря на то, что S. arizonae относится к другому подроду, чем S. typhimurium. Эти данные показывают, что гены сальмонелл, для накопления которых использовали коммерческие праймеры от серотипов млекопитающих, сохраняются на родовом уровне и могут быть использованы для идентификации серотипов рода Salmonella, по крайней мере, у зеленых игуан. Позже этим же авторским коллективом (Mitchell, Shan, Orr, et al, 2000) был выполнен сравнительный анализ ПЦР, ELISA и бактериологического культивирования для идентификации сальмонелл в мазках из клоаки, взятых от клинически здоровых игуан.
Статистическую оценку проводили по четырем параметрам: чувствительность, специфичность, прогностическая значимость положительных результатов (PPV, positive predicative value) и прогностическая значимость отрицательных результатов (NPV). В двух разных группах ящериц эти параметры имели следующие значения, ниже суммированные в таблице.
Таблица2. Сравнительная оценка эффективности ПЦР, ELISA и бактериологического культивирования при идентификации сальмонелл в кале игуан (по данным Mitchell, et al, 2000).
Метод тестирования Чувствительность
группа 1/2, % Специфичность
группа 1/2, % PPV,% NPV,%
ПЦР 93/91 95/96 98/98 81/85
ELISA 78/82 95/85 98/89 64/76
Микробиологическое культивирование 55/70 92/95 97/97 27/56
Эти данные показывают, что ПЦР более чувствительна, чем ELISA и бактериологические методы, а также высоко специфична. Микробиологический метод является наименее чувствительным. Серологические методы из медицинской практики, такие как РА или РНГА, в ветеринарной герпетологии не используют, за исключением случаев экспериментального заражения. Для подтверждения сальмонеллеза необходимо изолировать сальмонелл из гнойных или иным образом измененных очагов, а также из брюшной полости и паренхиматозных органов.
Лучше всего сальмонеллы изолируются из гомогенатов печени, хотя при бактериологическом культивировании секционного материала возникают те же проблемы, что и при работе с мазками, взятыми из клоаки. В случае пустулезных дерматитов из некротического ядра гранулем может изолироваться смешанная или даже разная микрофлора с участием сальмонелл, что опять-таки не дает оснований для точного заключения о клиническом сальмонеллезе.
Терапия и профилактика.
Манифестный сальмонеллез у рептилий лечится как любое другое заболевание бактериальной этиологии, то есть с помощью системной антибиотикотерапии и местных антисептических растворов и мазей. Учитывая хорошо известную резистентность (в том числе, перекрестную) сальмонелл ко многим препаратам, эмпирическую терапию следует начинать с, как правило, эффективного байтрила, но затем при необходимости корректировать ее в соответствии с данными антибиотикограммы.
Помимо антибиотиков, используют также специфические бактериофаги и неспецифические иммуностимуляторы. Применение птичьих вакцин для профилактики и лечения сальмонеллеза у рептилий оказалось не результативным (Mitchell, Shane, Pesti, et al, 2001). Лечение рептилий, больных клиническим сальмонеллезом, безусловно, показано и особенных сомнений не вызывает. Проблема заключается в профилактике носительства сальмонелл у рептилий и заболеваний людей. В нашей стране при изоляции сальмонелл от любых рептилий, как клинически здоровых, так и больных, накладывается карантин и проводятся лечебно-профилактические мероприятия, причем санкции снимаются только после получения отрицательного результата в контрольных бактериологических пробах. Здесь сразу возникает ряд вопросов. Во-первых, низкая чувствительность бактериологических методов не позволяет гарантировать на 100%, что обследованные животные свободны от сальмонелл.
Тем более это касается контрольных исследований, которые после проведенной антибиотикотерапии почти всегда оказываются отрицательными. Во-вторых, изолированные штаммы плохо типируются, и это часто не позволяет определить серотип сальмонелл, что важно для прогноза и оценки зоонотического риска. В третьих, лечение носителей ничем не оправдано и опасно по многим причинам. Если, например, в коллекциях зоопарков сальмонелл можно обнаружить в среднем у половины поголовья рептилий, то как в этой ситуации профилактировать носительство, если даже отрицательные контрольные анализы ничего не гарантируют?
Терапия носителей, учитывая большую биохимическую пластичность штаммов сальмонелл, неминуемо будет приводить к селекции резистентных штаммов. Заражение человека вирулентными и резистентными штаммами резко осложнит терапию и ухудшит эпидемиологическую ситуацию. Вместе с тем, риск заражения людей от рептилий вызывает необходимость разработки действенных мер по профилактике сальмонеллеза.
Неоднократно делались попытки выработать программу по оздоровлению новорожденных игуан на фермах по их разведению и в коммерческих партиях, поступающих на дилерские фирмы. В ранних исследованиях для этого пытались использовать тетрациклины.
Попытка сделать это с помощью гентамицина в группе пресноводных черепах оказалось неудачной из-за быстрого установления резистентности (D,Aoust, et al, 1990). В последнее время для этих целей применяют фторхинолоны, хотя у людей, например, ципрофлоксацин не дает 100% результата при лечении носителей (Neill,1991). Митчелл с соавторами (Mitchell, Shane, Nevarez, et al, 2001) пытались экспериментально добиться устойчивой элиминации сальмонелл в группе латентных носителей с помощью байтрила.
Для этого отобрали 40 подрощенных в неволе игуан, выявленных как позитивные носители, у всех из них в изолятах выделили чувствительные к байтрилу штаммы сальмонелл. После этого животных разделили на две группы и изолировали в отсадниках, которые ежедневно дезинфицировали и в качестве грунта использовали газеты. Животные из первой группы получали байтрил в течение 14-ти дней по 10 мг/кг внутрь ежедневно. Вторая группа была контрольной. На 15-й день всех игуан забили и провели контрольные исследования методом посева и ПЦР в образцах крови, печени, желчного пузыря, селезенки, тонкого и толстого кишечника. В первой группе все образцы дали негативный результат в 3-х повторностях, во второй – у 17 из 20 животных сальмонеллы были изолированы хотя бы один раз.
Эти результаты показывают, что байтрил можно использовать для элиминации сальмонелл в группах рептилий (в условиях, исключающих реинфекцию), однако на короткий период времени, так как реинфекция в обычных условиях весьма вероятна. В другой работе ( ) профилактику байтрилом проводили по аналогичной схеме в группе из 9 игуан, позитивных носителей сальмонелл. У 8 из 9 ящериц контрольные анализы были негативными в течение 32 недель после эксперимента. Однако, у одного из животных через 25 недель вновь выделили редкий серотип S. marina, который типировали у этой же ящерицы до эксперимента. Авторы считают, что этот серотип, сохранивший хорошую чувствительность к байтрилу, не был получен в результате реинфекции, но скорее всего сохранился во время курса антибиотика. Таким образом, эффективные антибиотики способны элиминировать сальмонелл у большинства рептилий в группе, но не делают это со 100% гарантией. Вероятность реинфекции членов группы резистентным штаммом очень высока. Поэтому, учитывая зоонотический риск, монотерапия одним антибиотиком, вне комплекса серьезных санитарно-гигиенических мероприятий не только бесполезна, но и вредна.
Сейчас также делаются попытки оценить возможность применения пробиотиков для профилактики носительства сальмонелл у рептилий (Ryan, 1992; Salb, Mitchell, et al, 2002). Это направление может быть перспективным, но, пока не будут разработаны эффективные коммерческие препараты для рептилий, такие работы не выйдут за рамки экспериментов.
В западных странах давно отказались от лечения клинически здоровых носителей. Практика показывает, что в зоопарках, где содержание животных в основном соответствует гигиеническим требованиям, заражение персонала наблюдается крайне редко, несмотря на высокий процент носительства у рептилий. Наоборот, в домашних условиях, где содержание животных часто имеет множество погрешностей (особенно это касается не соблюдения режима влажности в террариумах и личной гигиены), вероятность заражения увеличивается.
Типичный случай – содержание пресноводных черепах без воды. У таких животных выделение сальмонелл усиливается в несколько раз. Учитывая все выше сказанное, можно дать следующие рекомендации.
• Необходимо лечить всех клинически больных рептилий, изолируя их из группы и основываясь на данных антибиотикограммы. Лечение должно продолжаться не менее 2-х недель.
• Лечение клинически здоровых рептилий следует считать ничем не обоснованным и вредным.
• Выявление больных животных и контроль носительства лучше осуществлять с помощью ПЦР-диагностики.
• К любому клинически здоровому животному (рептилии или амфибии) следует относиться, как к потенциальному источнику сальмонелл, и соблюдать строгую личную гигиену при контакте с животным и его микросредой.
• Не следует заводить рептилий в домах, где есть дети до 4-х лет или больные с синдромом иммунодефицита.
